蛋白分析FAQ彙總
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• SDS不連續系統電泳測蛋白質相對分子質量一般有什麼侷限的地方嗎?
SDS不連續系統電泳是一種常用的方法來測定蛋白質的相對分子質量。它透過使用SDS(十二烷基硫酸鈉)來給蛋白質賦予負電荷,使其在電場中按照大小分離。 然而,SDS不連續系統電泳測蛋白質相對分子質量也存在一些侷限性: 只能測定相對分子質量較大的蛋白質:SDS不連續系統電泳主要適用於相對分子質量
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• Western 印跡法中,硝酸纖維素膜上的蛋白質,已經被SDS變性,為什麼一抗還能識別?一抗識別的是什麼?
在Western印跡法中,如果硝酸纖維素膜上的蛋白質已經被SDS變性,但一抗仍然能夠識別,可能的原因是: 1.蛋白質轉移與膜結合後的結構: 當蛋白被轉移到硝酸纖維素膜上時,它們會緊緊地與膜結合。這種結合可能會導致部分蛋白的二級結構或三級結構在一定程度上恢復,從而使某些表位重新暴露出來 2.
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• 用SDS-凝膠電泳法測定蛋白質分子量時,有哪些注意事項?
SDS-PAGE凝膠電泳法是測定蛋白質分子量最常用最簡單的方法,其實驗結果也容易受到多方面的影響,因此操作時也需要注意以下注意事項: 樣品製備: 確保蛋白質完全變性:在樣品中加入適量的SDS和減少劑(如β-mercaptoethanol或DTT)並在推薦的溫度下加熱一定時間,以確保蛋
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是的,變構酶(chaperone)蛋白質也可以使用SDS-PAGE進行分析。變構酶蛋白質是一類幫助其他蛋白質正確摺疊或再摺疊的蛋白質。它們的功能包括防止蛋白質聚集、協助蛋白質變性和重組以及與部分未摺疊的蛋白形成穩定的複合物。 當使用SDS-PAGE對變構酶蛋白進行分析時,這些蛋白質會被SDS
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• 在進行蛋白質的凝膠電泳時,加SDS和不加SDS的電泳體系是有區別的,請按照電泳全過程,闡述二者區別?
進行蛋白質的凝膠電泳時,加入SDS(十二烷基硫酸鈉)和不加SDS的電泳體系的區別如下: 1.樣品處理: 加SDS的電泳體系:在樣品處理過程中,加入SDS可以使蛋白質分子的電荷變得均勻,同時也會使蛋白質分子變得線性,解開其原有的二級和三級結構。 不加SDS的電泳體系:在樣品處理過程中,不加
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• 266KDa的蛋白具體怎麼電泳?濃縮膠和分離膠分別用多大濃度的?用溼法轉膜用多大的電壓或電流?
對於266KDa的蛋白電泳,常用的方法是聚丙烯醯胺凝膠電泳(SDS-PAGE)。下面是詳細的步驟和引數設定: 準備樣品:將蛋白樣品加入含有SDS和還原劑(如β-巰基乙醇)的樣品緩衝液中,並在100°C的水浴中加熱5分鐘,使蛋白質完全變性和解聚。 準備凝膠:使用聚丙烯醯胺凝膠,通常是8-1
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• 關於western blot蛋白膠製備誰知道這怎麼回事,最邊上總有很多氣泡,其它正常,跪求各位大神?
當進行Western blot蛋白膠製備時,出現邊上有很多氣泡的情況可能是由於以下幾個原因導致的: 1.膠液製備過程中的氣泡:在製備聚丙烯醯胺凝膠的過程中,如果膠液沒有充分混合或者攪拌不均勻,就會導致氣泡的產生。爲了避免這種情況,可以在製備膠液時充分攪拌,並且使用膠液前將其靜置一段時間,讓
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"煮蛋白"(或稱為“沸騰樣品”)是指將蛋白樣品在高溫下加熱一段時間,以實現蛋白質的變性,這通常涉及到將含有蛋白質的樣品與一個含有SDS和減少劑(如β-mercaptoethanol或DTT)的載入緩衝液混合,並在沸水浴中加熱5-10分鐘。 一般在SDS-PAGE凝膠電泳之前,樣品提取完成並
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大分子蛋白(如220 kDa)在Western Blot(WB)中有時可能難以獲得清晰的條帶,因為這些蛋白質的遷移和轉移可能會受到影響。希望以下建議可以幫助您在進行大分子蛋白WB電泳時獲得清晰的條帶: 凝膠選擇: 使用較低濃度的凝膠(例如6%或8%)來增加孔隙大小,從而更好地解決大分子
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當進行WB實驗蛋白提取時,常用到的蛋白型別有以下幾種: 細胞全蛋白(Total cell lysate):這是最常見的蛋白提取方式,透過裂解細胞膜和核膜,將細胞內的所有蛋白提取出來。這種提取方式適用於研究細胞內的總體蛋白表達情況。 細胞核蛋白(Nuclear protein):透過細胞裂
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